ГЕМОДИНАМИЧЕСКИЙ ПАТТЕРН И СОМАТИЧЕСКАЯ ВЫЖИВАЕМОСТЬ ПОТЕНЦИАЛЬНЫХ ДОНОРОВ ОРГАНОВ СО СМЕРТЬЮ МОЗГА В ЭКСПЕРИМЕНТЕ

Основные положения

Представлены данные о патогенезе смерти мозга у потенциальных доноров органов, в частности сведения о динамике гемодинамических нарушений и их вкладе в соматическую выживаемость потенциальных доноров, что составляет научную новизну исследования.

Аннотация

Цель. Изучить развитие ранних нарушений центральной гемодинамики и оценить соматическую выживаемость животных-доноров органов на экспериментальной модели смерти мозга.

Материалы и методы. Эксперименты проведены на половозрелых беспородных крысах-самцах (n = 50). Животных из экспериментальной группы № 1 (n = 20, нормотензивные особи, оптимальные доноры) наркотизировали диэтиловым эфиром, у особей регистрировали инвазивное среднее артериальное давление (АД) и частоту сердечных сокращений (ЧСС). Смерть мозга моделировали путем создания интракраниальной пневмопрессии. Для кондиционирования потенциального донора со смертью мозга в течение 3 ч продолжали регистрацию среднего АД и ЧСС, при среднем АД ниже 75 мм рт. ст. проводили инфузию раствора «Гелофузин» (B. Braun Medical, AG, Швейцария). Животных из экспериментальной группы № 2 (n = 20, гипотензивные особи, маргинальные доноры) наркотизировали, далее моделировали у них смерть мозга и проводили мониторинг среднего АД и ЧСС таким же образом, как и в экспериментальной группе № 1, но без коррекции развивающихся гемодинамических нарушений. Контролем служили интактные наркотизированные интубированные животные (n = 10), у которых регистрировали гемодинамические показатели.

Результаты. Через 30 мин от начала эксперимента и далее на всех сроках наблюдения в группах нормо- и гипотензивных животных наблюдалось снижение среднего АД и ЧСС по сравнению с контролем. К концу третьего часа эксперимента, несмотря на волемическую поддержку, у нормотензивных животных среднее АД снижалось до 60 [61; 67] мм рт. ст. (p = 0,01 по сравнению с контролем), ЧСС – до 250 [248; 260] уд/мин (p = 0,03 по сравнению с контролем). В группе гипотензивных животных динамика снижения среднего АД была более выраженной и к концу третьего часа показатель составил 45 [41; 46] мм рт. ст. (p = 0,01 по сравнению с контролем и нормотензивными животными), ЧСС – 230 [224; 237] уд/мин (p = 0,03 по сравнению с контролем и нормотензивными животными). В группе нормотензивных животных смерть вследствие прогрессирования недостаточности кровообращения наступила у 8 особей, летальность составила 40% (p = 0,02 по сравнению с контролем). В группе гипотензивных животных смерть наступила у 14 особей, летальность составила 60% (p = 0,01 по сравнению с контролем и нормотензивными животными).

Заключение. Результаты изучения ранних нарушений центральной гемодинамики в эксперименте на модели смерти мозга свидетельствуют о развитии более выраженной недостаточности кровообращения у маргинальных доноров, что сопровождается увеличением их летальности в течение трех часов после индукции смерти мозга в сравнении с оптимальными донорами. Коррекция нарушений системной перфузии путем волемической нагрузки приводит к улучшению гемодинамических показателей и соматической выживаемости потенциальных доноров.

1. Cicek S.K., Akınc. O., Ergun S., Hüseynov A., Tuncer M. Comparison of Survival in Recipients of Marginal and Standard Cadaveric Donor Kidneys. Transplant Proc. 2023; 55(1): 87-92. doi: 10.1016/j.transproceed.2022.10.052.

2. Serban M., Balescu I., Petrea S., Gaspar B., Pop L., Varlas V., Hasegan A., Gorecki G.P., Martac C., Stoian M., Bacalbasa N. Is Marginal Donor an Efficient Solution for Expanding the Donor Pool for Liver Transplant? Chirurgia (Bucur). 2024; 119 :1-10. doi: 10.21614/chirurgia.2963.

3. Criner R.N., Clausen E., Cantu E. Primary graft dysfunction. Curr Opin Organ Transplant. 2021; 26(3): 321-327. doi: 10.1097/MOT.0000000000000876.

4. Chen-Yoshikawa T.F. Ischemia-Reperfusion Injury in Lung Transplantation. Cells. 2021; 28;10(6) :1333. doi: 10.3390/cells10061333.

5. Feng D., Lewis A. Brain Death: Ethical and Legal Challenges. Neurol Clin. 2023;41(3): 469-483. doi: 10.1016/j.ncl.2023.03.004.

6. Brahmbhatt D.H., Blitzer D., Billia F., Copeland H. Acute complication posttransplant: primary allograft dysfunction. Curr Opin Organ Transplant. 2023; 1;28(5): 376-383. doi: 10.1097/MOT.0000000000001091.

7. Percie du Sert N., Ahluwalia A., Alam S., Avey M.T. et al. Reporting animal research: Explanation and elaboration for the ARRIVE guidelines 2.0. PLoS Biol 2020; 18(7): e3000411. doi.org/10.1371/journal.pbio.3000411.

8. Lopez-Jimenez F., Pniagua D., Lamas G.A. La interpretacion de los ensayos clinicos negatovos // Rev. Invest. Clin. 1998; 50: 435-440.

9. Ермолаев П.А., Храмых Т.П. Патент РФ RU 2798902 С1 / Способ моделирования смерти головного мозга в эксперименте Опубликовано: 28.06.2023 Бюл. № 19

10. Zens T.J., Danobeitia J.S., Chlebeck P.J., Zitur L.J. et al. Guidelines for the management of a brain death donor in the rhesus macaque: A translational transplant model. PLoS ONE. 2017; 12(9): e0182552. doi.org/10.1371/journal.pone.0182552

11. Spitaleri G., Mendieta G., Farrero M. Translating animal models of brain death into clinical knowledge for heart transplantation. Clin Transplant. 2021; 35(4): e14232. doi: 10.1111/ctr.14232.

12. Drost G., Absalom A.R., Kuiper M.A. Brain death/death by neurologic criteria determination: an update. Curr Opin Anaesthesiol. 2022; 35(5): 570-576. doi: 10.1097/ACO.0000000000001173.

13. Yoshikawa M.H., Rabelo N.N., Welling L.C., Telles J.P.M., Figueiredo E.G. Brain death and management of the potential donor. Neurol Sci. 2021;42(9): 3541-3552. doi: 10.1007/s10072-021-05360-6/

14. Kalra S., Malik R., Singh G., Bhatia S., Al-Harrasi A., Mohan S., Albratty M., Albarrati A., Tambuwala M.M. Pathogenesis and management of traumatic brain injury (TBI): role of neuroinflammation and anti-inflammatory drugs. Inflammopharmacology. 2022; 30(4): 1153-1166. doi: 10.1007/s10787-022-01017-8.

15. Visser K., Koggel M., Blaauw J., van der Horn H.J., Jacobs B., van der Naalt J. Blood-based biomarkers of inflammation in mild traumatic brain injury: A systematic review. Neurosci Biobehav Rev. 2022; 132: 154-168. doi: 10.1016/j.neubiorev.2021.11.036.

16. Dai J., Chen Y., Dai R., Jiang Y., Tian J., Liu S., Xu M., Li M., Zhou J., Liu C., Chen C. Agonal Factors Distort Gene-Expression Patterns in Human Postmortem Brains. Front Neurosci. 2021; 25;15: 614-642. doi: 10.3389/fnins.2021.614142.

17. Walweel K., Boon A.C., See Hoe L.E., Obonyo N.G., Pedersen S.E., Diab S.D., Passmore M.R., Hyslop K., Colombo S.M., Bartnikowski N.J., Bouquet M., Wells M.A., Black D.M., Pimenta L.P., Stevenson A.K., Bisht K., Skeggs K., Marshall L., Prabhu A., James L.N., Platts D.G., Macdonald P.S., McGiffin D.C., Suen J.Y., Fraser J.F. Brain stem death induces pro-inflammatory cytokine production and cardiac dysfunction in sheep model. Biomed J. 2022; 45(5): 776-787. doi: 10.1016/j.bj.2021.10.007.

18. Alsbrook D.L., Di Napoli M., Bhatia K., Biller J., Andalib S., Hinduja A., Rodrigues R., Rodriguez M., Sabbagh S.Y., Selim M., Farahabadi M.H., Jafarli A., Divani A.A. Neuroinflammation in Acute Ischemic and Hemorrhagic Stroke. Curr Neurol Neurosci Rep. 2023; 23(8): 407-431. doi: 10.1007/s11910-023-01282-2.

19. Petersen A., Soderstrom M., Saha B., Sharma P. Animal models of traumatic brain injury: a review of pathophysiology to biomarkers and treatments. Exp Brain Res. 2021; 239(10): 2939-2950. doi: 10.1007/s00221-021-06178-6.

20. Jurcau A., Simion A. Neuroinflammation in Cerebral Ischemia and Ischemia/Reperfusion Injuries: From Pathophysiology to Therapeutic Strategies. Int J Mol Sci. 2021; 23(1): 14. doi: 10.3390/ijms23010014.

21. Ng S.Y., Lee A.Y.W. Traumatic Brain Injuries: Pathophysiology and Potential Therapeutic Targets. Front Cell Neurosci. 2019; 13: 528. doi: 10.3389/fncel.2019.00528.