Влияние напряжения сдвига на свойства колониеформирующих эндотелиальных клеток в сравнении с эндотелиальными клетками коронарных артерий

Основные положения. Предварительное заселение эндотелиальными клетками внутренней поверхности тканеинженерных сосудов малого диаметра, как предполагается, может служить эффективным способом профилактики тромбозов. Остается дискуссионным вопрос о выборе оптимального источника эндотелиальных клеток для использования в тканевой инженерии. В работе рассмотрены особенности культуры колониеформирующих эндотелиальных клеток, полученных из периферической крови пациентов с ишемической болезнью сердца, в сравнении со зрелыми эндотелиальными клетками из коронарной артерии. 
Цель. Изучение влияния ламинарного потока на морфологические и функциональные особенности зрелых эндотелиальных клеток и колониеформирующих эндотелиальных клеток, полученных из периферической крови.
Материалы и методы. Первичные эндотелиальные клетки коронарной артерии приобретены у Cell Applications (США). Колониеформирующие эндотелиальные клетки получали из периферической крови пациентов с ишемической болезнью сердца, перенесших чрескожное коронарное вмешательство. Клетки выделяли с использованием градиента фиколла, культивировали в культуральной среде EGM-2MV, содержащей 5% фетальной бычьей сыворотки. Клетки, составившие экспериментальную группу, культивировали в планшетах µ-Luer в перфузионной системе, создававшей напряжение сдвига в 3 дин/см2 . Время культивирования – 2 суток. Клетки контрольной группы культивировали в статических условиях. По окончании культивирования проводили иммунофлуоресцентное окрашивание на маркеры CD31, KDR/CD309, CD144, фактор фон Виллебранда, коллаген IV типа, F-актин.
Результаты. И в статике, и в условиях ламинарного потока колониеформирующие эндотелиальные клетки и эндотелиальные клетки коронарных артерий сохраняли высокую плотность и жизнеспособность. Напряжение сдвига стимулировало изменение фенотипа колониеформирующих эндотелиальных клеток в направлении зрелых эндотелиальных клеток, в частности значимое увеличение экспрессии KDR/CD309 и CD31. Действие ламинарного потока снижало синтез фактора фон Виллебранда, стимулировало синтез коллагена IV типа. Напряжение сдвига способствовало развитию структурных перестроек клеток в ответ на трансдукцию, выразившуюся в изменении ориентации фибрилл F-актина в соответствии с направлением потока.
Заключение. Колониеформирующие эндотелиальные клетки демонстрировали характерный ответ на действие напряжения сдвига, заключавшийся в изменении морфологии, фенотипа и секреторной активности клеток, сравнимый с таковым у эндотелиальных клеток коронарных артерий.

1. Melly L., Torregrossa G., Lee T., Jansens J., Puskas J. Fifty years of coronary artery bypass grafting. J Thorac Dis. 2018; 10(3): 1960–1967. doi:10.21037/jtd.2018.02.43

2. Ong C.S., Zhou X., Huang C.Y., Fukunishi T., Zhang H., Hibino N. Tissue engineered vascular grafts: current state of the field. Expert Rev Med Devices. 2017; 14(5): 383-392. doi:10.1080/17434440.2017.1324293.

3. Pashneh-Tala S., MacNeil S., Claeyssens F. The TissueEngineered Vascular Graft—Past, Present, and Future. Tissue Eng Part B Rev. 2016; 22(1): 68–100. doi:10.1089/ten.teb.2015.0100

4. Sanchez P.F., Brey E.M., Briceno J.C. Endothelialization Mechanisms in Vascular Grafts. J. Tissue Eng. Regen. Med. 2018; 12: 2164–2178. doi:10.1002/term.2747

5. Hasan A., Memic A., Annabi N., Hossain M., Paul A., Dokmeci M.R., Dehghani F., Khademhosseini A. Electrospun scaffolds for tissue engineering of vascular grafts. Acta Biomater. 2014; 10(1): 11-25. doi:10.1016/j.actbio.2013.08.022.

6. Dimitrievska S., Niklason L.E. Historical Perspective and Future Direction of Blood Vessel Developments. Cold Spring Harb Perspect Med. 2018; 8(2): a025742. doi: 10.1101/cshperspect.a025742.

7. Peters E.B. Endothelial Progenitor Cells for the Vascularization of Engineered Tissues. Tissue Eng Part B Rev. 2018; 24(1): 1–24. doi:10.1089/ten.teb.2017.0127

8. Matveeva V, Khanova M, Sardin E, Antonova L, Barbarash O. Endovascular Interventions Permit Isolation of Endothelial Colony-Forming Cells from Peripheral Blood. Int J Mol Sci. 2018; 19(11): 3453. doi: 10.3390/ijms19113453

9. Kolbe M., Dohle E., Katerla D., Kirkpatrick C.J., Fuchs S. Enrichment of outgrowth endothelial cells in high and low colony-forming cultures from peripheral blood progenitors. Tissue Eng Part C Methods. 2010; 16(5): 877-886

10. Fang Y., Wu D., Birukov K.G. Mechanosensing and Mechanoregulation of Endothelial Cell Functions. Compr Physiol. 2019; 9(2): 873–904. doi:10.1002/cphy.c180020

11. Yamamoto K., Takahashi T., Asahara T., Ohura N., Sokabe T., Kamiya A., Ando J. Proliferation, differentiation, and tube formation by endothelial progenitor cells in response to shear stress. J. Appl. Physiol. 2003; 95(5): 2081–2088. doi:10.1152/japplphysiol.00232.2003

12. Fisher A.B., Chien S., Barakat A.I., Nerem R.M. Endothelial cellular response to altered shear stress. Am. J. Physiol. Lung Cell Mol. Physiol. 2001; 281(3): L529–L533. doi: 10.1152/ajplung.2001.281.3.L529.

13. Roux E., Bougaran P., Dufourcq P., Couffinhal T. Fluid Shear Stress Sensing by the Endothelial Layer. Front Physiol. 2020; 11: 861. doi:10.3389/fphys.2020.00861

14. Liu H., Gong X., Jing X., Ding X., Yao Y., Huang Y., Fan Y. Shear stress with appropriate time-step and amplification enhances endothelial cell retention on vascular grafts. J Tissue Eng Regen Med. 2017; 11(11): 2965-2978. doi:10.1002/term.2196

15. Melchiorri A.J., Bracaglia L.G., Kimerer L.K., Hibino N., Fisher J.P. In vitro endothelialization of biodegradable vascular grafts via endothelial progenitor cell seeding and maturation in a tubular perfusion system bioreactor. Tissue Eng Part C Methods. 2016; 22(7): 663-70. doi: 10.1089/ten.tec.2015.0562

16. Obi S., Masuda H., Shizuno T., Sato A., Yamamoto K., Ando J., Abe Y., Asahara T. Fluid shear stress induces differentiation of circulating phenotype endothelial progenitor cells. Am J Physiol Cell Physiol. 2012; 303(6): C595-606. doi:10.1152/ajpcell.00133.2012

17. Egorova A.D., DeRuiter M.C., De Boer H.C., Van De Pas S., Gittenberger-De Groot A.C., Van Zonneveld A.J., Poelmann R.E., Hierck B.P. Endothelial colony-forming cells show a mature transcriptional response to shear stress . Vitr. Cell. Dev. Biol. - Anim. 2012; 48(1): 21.

18. Brown R.A., Shantsila E., Varma C., Lip G.Y. Current Understanding of Atherogenesis. Am J Med. 2017; 130 (3): 268-282

19. Choi S.J., Lillicrap D. A sticky proposition: The endothelial glycocalyx and von Willebrand factor. J Thromb Haemost. 2020; 18(4): 781-785. doi:10.1111/jth.14743.

20. Shim K., Anderson P.J., Tuley E.A., Wiswall E., Evan Sadler J. Platelet–VWF complexes are preferred substrates of ADAMTS13 under fluid shear stress. Blood. 2008; 111(2): 651–657. doi:10.1182/blood-2007-05-093021

21. Starke R.D., Ferraro F., Paschalaki K.E., Dryden N.H., McKinnon T.A., Sutton R.E., Payne E.M., Haskard D.O., Hughes A.D., Cutler D.F., Laffan M.A., Randi A.M. Endothelial von Willebrand factor regulates angiogenesis. Blood. 2011; 117(3): 1071–1080. doi: 10.1182/blood-2010-01-264507

22. Stratman A.N., Davis G.E. Endothelial cell-pericyte interactions stimulate basement membrane matrix assembly: Influence on vascular tube remodeling, maturation and stabilization. Microsc Microanal. 2012; 18(1): 68–80. doi:10.1017/S1431927611012402