АКТУАЛЬНЫЕ ПРОБЛЕМЫ МЕТОДОЛОГИИ ИЗУЧЕНИЯ НОРМАЛЬНОЙ И ПАТОЛОГИЧЕСКОЙ ФИЗИОЛОГИИ ЭНДОТЕЛИАЛЬНЫХ КЛЕТОК В КУЛЬТУРЕ

Основные положения

• Создание отечественного банка стандартизированных культур эндотелиальных клеток различных направлений дифференцировки (артериальной, венозной, микрососудистой, клапанной и лимфатической) и импортозамещенного технологического процесса для работы с ними является ключевой задачей для обеспечения возможности изучения физиологии эндотелия.
• Основная прикладная задача физиологии эндотелия включает культуральное и молекулярное обоснование выбора наилучшего источника аутологичных эндотелиальных клеток с наиболее высоким регенеративным (в частности пролиферативным и ангиогенным) потенциалом.
• Методология исследования физиологии эндотелиальных клеток в нормальных и патологических условиях состоит из оценки их пролиферативных и ангиогенных свойств, а также анализа молекулярного профиля.

Резюме

Одной из основных целей изучения физиологии эндотелия является разработка биомедицинского клеточного продукта в виде аутологичных эндотелиальных клеток с высоким регенеративным потенциалом для стимуляции ангиогенеза в ишемизированных тканях, а также для покрытия ими тканеинженерных конструкций (к примеру, сосудистых протезов) для их эндотелизации перед имплантацией в организм человека. В данном обзоре рассматриваются основные прикладные аспекты физиологии эндотелия, направленные на достижение данных целей, а именно: выбор источника эндотелиальных клеток для моделирования различных патологических процессов и регенеративной медицины, создание банка стандартизированных линий эндотелиальных клеток с различными направлениями дифференцировки для повышения эффективности данного моделирования, способы обеспечения адгезии, устойчивой пролиферации и физиологического функционирования первичных эндотелиальных клеток в культуре, а также методология оценки пролиферативной и ангиогенной активности в контексте анализа устойчивости эндотелиальных клеток к внешним воздействиям. В процессе обсуждения обосновывается необходимость сравнительного анализа регенеративных свойств микрососудистых эндотелиальных клеток из подкожной жировой ткани, колониеформирующих эндотелиальных клеток из периферической венозной крови и эндотелиальных клеток, дифференцированных из индуцированных плюрипотентных стволовых клеток. Отдельно рассматривается текущее состояние процесса импортозамещения различных компонентов технологий работы с эндотелиальными клетками (стандартизированных клеточных линий, функционального белкового покрытия и трехмерного матрикса для оценки ангиогенеза, питательных сред для выделения, культивирования и проведения экспериментов с эндотелиальными клетками, иных реагентов для выделения и субкультивирования эндотелиальных клеток, культуральной посуды, антител для проточно-цитометрического и флюоресцентно-микроскопического иммунофенотипирования). Анализируются перспективы импортозамещения недостающих звеньев работы: ряда линий эндотелиальных клеток, магнитных бус с иммобилизованными антителами для их выделения, конъюгированных с различными флюорофорами антител.

1. Crampton S.P., Davis J., Hughes C.C. Isolation of human umbilical vein endothelial cells (HUVEC). J Vis Exp. 2007;(3):183. doi: 10.3791/183.

2. Lei J., Peng S., Samuel S.B., Zhang S., Wu Y., Wang P., Li Y.F., Liu H. A simple and biosafe method for isolation of human umbilical vein endothelial cells. Anal Biochem. 2016;508:15-8. doi: 10.1016/j.ab.2016.06.018.

3. Chandel S., Kumaragurubaran R., Giri H., Dixit M. Isolation and Culture of Human Umbilical Vein Endothelial Cells (HUVECs). Methods Mol Biol. 2024;2711:147-162. doi: 10.1007/978-1-0716-3429-5_12.

4. Hauser S., Jung F., Pietzsch J. Human Endothelial Cell Models in Biomaterial Research. Trends Biotechnol. 2017;35(3):265-277. doi: 10.1016/j.tibtech.2016.09.007.

5. Medina-Leyte D.J., Domínguez-Pérez M., Mercado I., Villarreal-Molina M.T., Jacobo-Albavera L. Use of Human Umbilical Vein Endothelial Cells (HUVEC) as a Model to Study Cardiovascular Disease: A Review. Appl Sci. 2020;10(3):938. doi: 10.3390/app10030938.

6. Dienemann S., Schmidt V., Fleischhammer T., Mueller J.H., Lavrentieva A. Comparative analysis of hypoxic response of human microvascular and umbilical vein endothelial cells in 2D and 3D cell culture systems. J Cell Physiol. 2023;238(5):1111-1120. doi: 10.1002/jcp.31002.

7. Lau S., Gossen M., Lendlein A., Jung F. Venous and Arterial Endothelial Cells from Human Umbilical Cords: Potential Cell Sources for Cardiovascular Research. Int J Mol Sci. 2021;22(2):978. doi: 10.3390/ijms22020978.

8. Mayani H. Biological differences between neonatal and adult human hematopoietic stem/progenitor cells. Stem Cells Dev. 2010;19(3):285-98. doi: 10.1089/scd.2009.0327.

9. Sun H., Pratt R.E., Dzau V.J., Hodgkinson C.P. Neonatal and adult cardiac fibroblasts exhibit inherent differences in cardiac regenerative capacity. J Biol Chem. 2023;299(5):104694. doi: 10.1016/j.jbc.2023.104694.

10. Legros H., Launay S., Roussel B.D., Marcou-Labarre A., Calbo S., Catteau J., Leroux P., Boyer O., Ali C., Marret S., Vivien D., Laudenbach V. Newborn- and adult-derived brain microvascular endothelial cells show age-related differences in phenotype and glutamate-evoked protease release. J Cereb Blood Flow Metab. 2009;29(6):1146-58. doi: 10.1038/jcbfm.2009.39.

11. Robertson J.O., Erzurum S.C., Asosingh K. Pathological Roles for Endothelial Colony-Forming Cells in Neonatal and Adult Lung Disease. Am J Respir Cell Mol Biol. 2023;68(1):13-22. doi: 10.1165/rcmb.2022-0318PS.

12. Bertagnolli M., Xie L.F., Paquette K., He Y., Cloutier A., Fernandes R.O., Béland C., Sutherland M.R., Delfrate J., Curnier D., Bigras J.L., Rivard A., Thébaud B., Luu T.M., Nuyt A.M. Endothelial Colony-Forming Cells in Young Adults Born Preterm: A Novel Link Between Neonatal Complications and Adult Risks for Cardiovascular Disease. J Am Heart Assoc. 2018;7(14):e009720. doi: 10.1161/JAHA.118.009720.

13. McAleese C. Insights into endothelial metabolic heterogeneity. Nat Rev Cardiol. 2024 Jun 5. doi: 10.1038/s41569-024-01049-3. Online ahead of print.

14. Trimm E., Red-Horse K. Vascular endothelial cell development and diversity. Nat Rev Cardiol. 2023;20(3):197-210. doi: 10.1038/s41569-022-00770-1.

15. Jung R., Trivedi C.M. Unveiling the Spatiotemporal Diversity of the Endothelium in Development: A Multi-Omics Approach. Circ Res. 2024;134(5):547-549. doi: 10.1161/CIRCRESAHA.124.324328.

16. Chen J., Zhang X., DeLaughter D.M., Trembley M.A., Saifee S., Xiao F., Chen J., Zhou P., Seidman C.E., Seidman J.G., Pu W.T. Molecular and Spatial Signatures of Mouse Embryonic Endothelial Cells at Single-Cell Resolution. Circ Res. 2024;134(5):529-546. doi: 10.1161/CIRCRESAHA.123.323956.

17. Becker L.M., Chen S.H., Rodor J., de Rooij L.P.M.H., Baker A.H., Carmeliet P. Deciphering endothelial heterogeneity in health and disease at single-cell resolution: progress and perspectives. Cardiovasc Res. 2023;119(1):6-27. doi: 10.1093/cvr/cvac018.

18. Liu Z., Ruter D.L., Quigley K., Tanke N.T., Jiang Y., Bautch V.L. Single-Cell RNA Sequencing Reveals Endothelial Cell Transcriptome Heterogeneity Under Homeostatic Laminar Flow. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2021;41(10):2575-2584. doi: 10.1161/ATVBAHA.121.316797.

19. Salybekov A.A., Kobayashi S., Asahara T. Characterization of Endothelial Progenitor Cell: Past, Present, and Future. Int J Mol Sci. 2022;23(14):7697. doi: 10.3390/ijms23147697.

20. Zhang Q., Cannavicci A., Kutryk M.J.B. Exploring Endothelial Colony-Forming Cells to Better Understand the Pathophysiology of Disease: An Updated Review. Stem Cells Int. 2022;2022:4460041. doi: 10.1155/2022/4460041.

21. Chambers S.E.J., Pathak V., Pedrini E., Soret L., Gendron N., Guerin C.L., Stitt A.W., Smadja D.M., Medina R.J. Current concepts on endothelial stem cells definition, location, and markers. Stem Cells Transl Med. 2021;10 (Suppl 2):S54-S61. doi: 10.1002/sctm.21-0022.

22. Dight J., Zhao J., Styke C., Khosrotehrani K., Patel J. Resident vascular endothelial progenitor definition and function: the age of reckoning. Angiogenesis. 2022;25(1):15-33. doi: 10.1007/s10456-021-09817-2.

23. Kutikhin A.G., Sinitsky M.Y., Yuzhalin A.E., Velikanova E.A. Shear stress: An essential driver of endothelial progenitor cells. J Mol Cell Cardiol. 2018;118:46-69. doi: 10.1016/j.yjmcc.2018.03.007.

24. Liao G., Zheng K., Shorr R., Allan D.S. Human endothelial colony-forming cells in regenerative therapy: A systematic review of controlled preclinical animal studies. Stem Cells Transl Med. 2020;9(11):1344-1352. doi: 10.1002/sctm.20-0141.

25. Deng D., Zhang Y., Tang B., Zhang Z. Sources and applications of endothelial seed cells: a review. Stem Cell Res Ther. 2024;15(1):175. doi: 10.1186/s13287-024-03773-6.

26. Nguyen H.T., Peirsman A., Tirpakova Z., Mandal K., Vanlauwe F., Maity S., Kawakita S., Khorsandi D., Herculano R., Umemura C., Yilgor C., Bell R., Hanson A., Li S., Nanda H.S., Zhu Y., Najafabadi A.H., Jucaud V., Barros N., Dokmeci M.R., Khademhosseini A. Engineered Vasculature for Cancer Research and Regenerative Medicine. Micromachines (Basel). 2023;14(5):978. doi: 10.3390/mi14050978.

27. Wingo M., Rafii S. Endothelial reprogramming for vascular regeneration: Past milestones and future directions. Semin Cell Dev Biol. 2022;122:50-55. doi: 10.1016/j.semcdb.2021.09.003.

28. Cho S., Aakash P., Lee S., Yoon Y.S. Endothelial cell direct reprogramming: Past, present, and future. J Mol Cell Cardiol. 2023;180:22-32. doi: 10.1016/j.yjmcc.2023.04.006.

29. Loh K.M., Ang L.T. Building human artery and vein endothelial cells from pluripotent stem cells, and enduring mysteries surrounding arteriovenous development. Semin Cell Dev Biol. 2024;155(Pt C):62-75. doi: 10.1016/j.semcdb.2023.06.004.

30. Florido M.H.C., Ziats N.P. Endothelial dysfunction and cardiovascular diseases: The role of human induced pluripotent stem cells and tissue engineering. J Biomed Mater Res A. 2024;112(8):1286-1304. doi: 10.1002/jbm.a.37669.

31. Matveeva V., Khanova M., Sardin E., Antonova L., Barbarash O. Endovascular Interventions Permit Isolation of Endothelial Colony-Forming Cells from Peripheral Blood. Int J Mol Sci. 2018;19(11):3453. doi: 10.3390/ijms19113453.

32. Kutikhin A.G., Tupikin A.E., Matveeva V.G., Shishkova D.K., Antonova L.V., Kabilov M.R., Velikanova E.A. Human Peripheral Blood-Derived Endothelial Colony-Forming Cells Are Highly Similar to Mature Vascular Endothelial Cells yet Demonstrate a Transitional Transcriptomic Signature. Cells. 2020;9(4):876. doi: 10.3390/cells9040876.

33. Malakhova A.A., Grigor'eva E.V., Pavlova S.V., Malankhanova T.B., Valetdinova K.R., Vyatkin Y.V., Khabarova E.A., Rzaev J.A., Zakian S.M., Medvedev S.P. Generation of induced pluripotent stem cell lines ICGi021-A and ICGi022-A from peripheral blood mononuclear cells of two healthy individuals from Siberian population. Stem Cell Res. 2020;48:101952. doi: 10.1016/j.scr.2020.101952.

34. Zakharova I.S., Shevchenko A.I., Tmoyan N.A., Elisaphenko E.A., Zubkova E.S., Sleptcov A.A., Nazarenko M.S., Ezhov M.V., Kukharchuk V.V., Parfyonova Y.V., Zakian S.M. Induced pluripotent stem cell line ICGi036-A generated by reprogramming peripheral blood mononuclear cells from a patient with familial hypercholesterolemia caused due to compound heterozygous p.Ser177Leu/p.Cys352Arg mutations in LDLR. Stem Cell Res. 2022;59:102653. doi: 10.1016/j.scr.2022.102653.

35. Zakharova I.S., Shevchenko A.I., Tmoyan N.A., Elisaphenko E.A., Zubkova E.S., Sleptcov A.A., Nazarenko M.S., Ezhov M.V., Kukharchuk V.V., Parfyonova Y.V., Zakian S.M. Induced pluripotent stem cell line ICGi038-A, obtained by reprogramming peripheral blood mononuclear cells from a patient with familial hypercholesterolemia due to compound heterozygous c.1246C > T/c.940 + 3_940 + 6del mutations in LDLR. Stem Cell Res. 2022;60:102702. doi: 10.1016/j.scr.2022.102702.

36. Zakharova I.S., Shevchenko A.I., Tmoyan N.A., Elisaphenko E.A., Kalinin A.P., Sleptcov A.A., Nazarenko M.S., Ezhov M.V., Kukharchuk V.V., Parfyonova Y.V., Zakian S.M. Induced pluripotent stem cell line ICGi037-A, obtained by reprogramming peripheral blood mononuclear cells from a patient with familial hypercholesterolemia due to heterozygous p.Trp443Arg mutations in LDLR. Stem Cell Res. 2022;60:102703. doi: 10.1016/j.scr.2022.102703.

37. Gimble J.M., Ray S.P., Zanata F., Wu X., Wade J., Khoobehi K., Ferreira L.M., Bunnell B.A. Adipose Derived Cells and Tissues for Regenerative Medicine. ACS Biomater Sci Eng. 2017;3(8):1477-1482. doi: 10.1021/acsbiomaterials.6b00261.

38. Laschke M.W., Seifert M.S., Scheuer C., Kontaxi E., Metzger W., Menger M.D. High glucose exposure promotes proliferation and in vivo network formation of adipose-tissue-derived microvascular fragments. Eur Cell Mater. 2019;38:188-200. doi: 10.22203/eCM.v038a13.

39. Antonyshyn J.A., Mazzoli V., McFadden M.J., Gramolini A.O., Hofer S.O.P., Simmons C.A., Santerre P.J. Immunomagnetic Isolation and Enrichment of Microvascular Endothelial Cells from Human Adipose Tissue. Bio Protoc. 2022;12(10):e4422. doi: 10.21769/BioProtoc.4422.

40. Antonyshyn J.A., MacQuarrie K.D., McFadden M.J., Gramolini A.O., Hofer S.O.P., Santerre J.P. Paracrine cross-talk between human adipose tissue-derived endothelial cells and perivascular cells accelerates the endothelialization of an electrospun ionomeric polyurethane scaffold. Acta Biomater. 2024;175:214-225. doi: 10.1016/j.actbio.2023.12.037.

41. Jonkman J.E., Cathcart J.A., Xu F., Bartolini M.E., Amon J.E., Stevens K.M., Colarusso P. An introduction to the wound healing assay using live-cell microscopy. Cell Adh Migr. 2014;8(5):440-51. doi: 10.4161/cam.36224.

42. Aisenbrey E.A., Murphy W.L. Synthetic alternatives to Matrigel. Nat Rev Mater. 2020;5(7):539-551. doi: 10.1038/s41578-020-0199-8.

43. Passaniti A., Kleinman H.K., Martin G.R. Matrigel: history/background, uses, and future applications. J Cell Commun Signal. 2022;16(4):621-626. doi: 10.1007/s12079-021-00643-1.

44. Gao Y., Galis Z.S. Exploring the Role of Endothelial Cell Resilience in Cardiovascular Health and Disease. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2021;41(1):179-185. doi: 10.1161/ATVBAHA.120.314346.

45. Tombor L.S., Dimmeler S. Why is endothelial resilience key to maintain cardiac health? Basic Res Cardiol. 2022;117(1):35. doi: 10.1007/s00395-022-00941-8.

46. Mühleder S., Fernández-Chacón M., Garcia-Gonzalez I., Benedito R. Endothelial sprouting, proliferation, or senescence: tipping the balance from physiology to pathology. Cell Mol Life Sci. 2021;78(4):1329-1354. doi: 10.1007/s00018-020-03664-y.

47. Jerka D., Bonowicz K., Piekarska K., Gokyer S., Derici U.S., Hindy O.A., Altunay B.B., Yazgan I., Steinbrink K., Kleszczyński K., Yilgor P., Gagat M. Unraveling Endothelial Cell Migration: Insights into Fundamental Forces, Inflammation, Biomaterial Applications, and Tissue Regeneration Strategies. ACS Appl Bio Mater. 2024;7(4):2054-2069. doi: 10.1021/acsabm.3c01227.

48. Qiu J., Hirschi K.K. Endothelial Cell Development and Its Application to Regenerative Medicine. Circ Res. 2019;125(4):489-501. doi: 10.1161/CIRCRESAHA.119.311405.

49. Pérez-Gutiérrez L., Ferrara N. Biology and therapeutic targeting of vascular endothelial growth factor A. Nat Rev Mol Cell Biol. 2023;24(11):816-834. doi: 10.1038/s41580-023-00631-w.

50. Simons M., Gordon E., Claesson-Welsh L. Mechanisms and regulation of endothelial VEGF receptor signalling. Nat Rev Mol Cell Biol. 2016;17(10):611-25. doi: 10.1038/nrm.2016.87.