Preview

Комплексные проблемы сердечно-сосудистых заболеваний

Расширенный поиск

Активация экспрессии транскрипционного фактора ZBTB16 при остеогенной дифференцировке стволовых клеток мезенхимного ряда

https://doi.org/10.17802/2306-1278-2021-10-3-44-55

Полный текст:

Аннотация

Цель. Кальцинированный стеноз аортального клапана является третьей ведущей причиной сердечно-сосудистых заболеваний. Механизмы, лежащие в основе этого процесса, остаются неясными, однако известно, что они во многом схожи с формированием костной ткани во время эмбрионального развития, а также в постнатальном периоде при регенерации. Существует множество подтверждений участия ZBTB16 в развитии скелета. При этом данные ряда исследований, проведенных на разных типах клеточных культур, свидетельствуют о противоречивом и неоднозначном влиянии ZBTB16 на экспрессию RUNX2. Понимание сходства и различий в механизмах, опосредующих остеогенную дифференци-ровку клеток во время физиологического формирования кости и патологической оссификации тканей может дать предпосылки для возможности управления процессами остеогенной дифференцировки в организме человека. Таким образом, цель данного исследования состояла в изучении динамической вариабельности экспрессии ZBTB16, а также его роли в кальцификации клапана аорты.

Материалы и методы. В исследовании использованы разные типы клеточных культур мезенхимального происхождения - интерстициальные клетки аортального клапана, мезенхимальные стволовые клетки пупочного канатика, стволовые клетки связок и пульпы зуба. С помощью метода ПЦР в реальном времени анализировали изменения уровней экспрессии ZBTB16 и RUNX2 под влиянием остеогенных стимулов, а также при экзогенной активации ZBTB16. В интерстициальных клетках аортального клапана проанализированы уровни экспрессии некоторых остеогенных маркеров - BMP2,4, COL1A1, IBSP, DLX2, PDK4.

Результаты. Значительное повышение экспрессии ZBTB16 наблюдается при индукции остеогенной дифференцировки различных клеточных культур - интерстициальных клеток аортального клапана, мезенхимальных стволовых клеток пупочного канатика, стволовых клеток связок и пульпы зуба. Получены данные о том, что процессы остеогенной дифференцировки интерстициальных клеток аортального клапана при использовании в среде для культивирования дек-саметазона осуществляются посредством RUNX2-зависимого сигналинга, что необходимо для последующей активации остеогенных маркеров.

Заключение. Изучение модуляции клеточных сигналов посредством ZBTB16 при активации либо подавлении работы транскрипционного фактора в будущем может приблизить нас к умению усиливать регенеративные способности клеток костной ткани или, напротив, предотвращать кальцификацию тканей аортального клапана.

Об авторах

Д. С. Семенова
Федеральное государственное бюджетное образовательное учреждение высшего образования Санкт-Петербургский государственный университет; Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт цитологии, Российская академия наук; Федеральное государственное бюджетное учреждение Национальный медицинский исследовательский центр имени В.А. Алмазова Министерства здравоохранения Российской Федерации
Россия

Дарья Сергеевна Семенова - инженер-исследователь Санкт-Петербургский ГУ; младший научный сотрудник лаборатории регенеративной биомедицины Институт цитологии РАН; лаборант-исследователь лаборатории молекулярной кардиологии и генетики НМИЦ имени В.А. Алмазова.

Университетская наб., 7-9, Санкт-Петербург, 199034; Тихорецкий просп., 4, Санкт-Петербург, 194064; ул. Аккуратова, 2, Санкт-Петербург, 197341


Конфликт интересов:

Д.С. Семенова заявляет об отсутствии конфликта интересов



А. М. Киселев
Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт цитологии, Российская академия наук
Россия

Артем Михайлович Киселев - научный сотрудник лаборатории регенеративной биомедицины.

Тихорецкий просп., 4, Санкт-Петербург, 194064


Конфликт интересов:

А.М. Киселев заявляет об отсутствии конфликта интересов



А. Б. Малашичева
Федеральное государственное бюджетное образовательное учреждение высшего образования Санкт-Петербургский государственный университет; Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт цитологии, Российская академия наук; Федеральное государственное бюджетное учреждение Национальный медицинский исследовательский центр имени В.А. Алмазова Министерства здравоохранения Российской Федерации
Россия

Анна Борисовна Малашичева - кандидат биологических наук заведующая лабораторией регенеративной биомедицины Институт цитологии РАН; заведующая научно-исследовательской лабораторией молекулярной кардиологии и генетики института молекулярной биологии и генетики НМИЦ имени В.А. Алмазова; доцент кафедры эмбриологии биологического факультета Санкт-Петербургский ГУ; руководитель лаборатории регенеративной биомедицины Институт цитологии РАН.

Университетская наб., 7-9, Санкт-Петербург, 199034; Тихорецкий просп., 4, Санкт-Петербург, 194064; ул. Аккуратова, 2, Санкт-Петербург, 197341


Конфликт интересов:

А.Б. Малашичева заявляет об отсутствии конфликта интересов



Список литературы

1. Stewart B.F., Siscovick D., Lind B.K., Gardin J.M., Gottdiener J.S., Smith V.E., Kitzman D.W., Otto C.M. Clinical factors associated with calcific aortic valve disease. J Am Coll Cardiol. J Am Coll Cardiol; 1997;29:630-4.

2. Mathieu P., Boulanger M.-C. Basic Mechanisms of Calcific Aortic Valve Disease. Can J Cardiol. 2014;30(9):982-93. doi: 10.1016/j.cjca.2014.03.029.

3. Fuery M.A., Liang L., Kaplan F.S., Mohler E.R. Vascular ossification: Pathology, mechanisms, and clinical implications. Bone 2018r;109:28-34. doi: 10.1016/j.bone.2017.07.006.

4. Soor G.S., Vukin I., Leong S.W., Oreopoulos G., Butany J. Peripheral vascular disease: who gets it and why? A histomorphological analysis of 261 arterial segments from 58 cases. Pathology [Internet]. 2008;40:385-91. Available from: http://linkinghub.elsevier.com/retrieve/pii/S0031302516323650 [cited 2018 Feb 28]

5. Demer LL, Tintut Y. Inflammatory , metabolic , and genetic mechanisms of vascular calcification . PubMed Commons. Arter Thromb Vasc Biol. 2014;34:715-23.

6. Li C.J., Madhu V, Balian G., Dighe A.S., Cui Q. Cross-Talk Between VEGF and BMP-6 Pathways Accelerates Osteogenic Differentiation of Human Adipose-Derived Stem Cells. J Cell Physiol. 2015;230(11):2671-82. doi: 10.1002/jcp.24983

7. Kroeze R.J., Knippenberg M., Helder M.N. Osteogenic differentiation strategies for adipose-derived mesenchymal stem cells. Methods Mol Biol. 2011;702:233-48. doi: 10.1007/978-1-61737-960-4_17

8. Khanna-Jain R., Vuorinen A., Sandor G.K., Suuronen R., Miettinen S. Vitamin D(3) metabolites induce osteogenic differentiation in human dental pulp and human dental follicle cells. J Steroid Biochem Mol Biol. 2010t;122(4):133-41. doi: 10.1016/j.jsbmb.2010.08.001. 1

9. Elashry M.I., Baulig N., Heimann M., Bernhardt C., Wenisch S., Arnhold S. Osteogenic differentiation of equine adipose tissue derived mesenchymal stem cells using CaCl2. Res Vet Sci. 2018;117:45-53. doi: 10.1016/j.rvsc.2017.11.0102/

10. Langenbach F., Handschel J. Effects of dexamethasone, ascorbic acid and р-glycerophosphate on the osteogenic differentiation of stem cells in vitro. Stem Cell Res Ther [Internet]. BioMed Central; 2013;4:117. Available from: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/24073831 [cited 2018 Nov 21]

11. Hamidouche Z., Hay E., Vaudin P., charbord P., Schule R., Marie P. J., Fromigue O. FHL2 mediates dexamethasone-induced mesenchymal cell differentiation into osteoblasts by activating Wnt/beta-catenin signaling-dependent Runx2 expression. FASEB J. 2008;22(11):3813-22. doi: 10.1096/fj.08-106302/

12. Franceschi R.T., Iyer B.S. Relationship between collagen synthesis and expression of the osteoblast phenotype in MC3T3-E1 cells. J Bone Miner Res;[1992;7(2):235-46. doi: 10.1002/jbmr.5650070216./

13. Fatherazi S., Matsa-Dunn D., Foster B.L., Rutherford R.B., Somerman M.J., Presland R.B. Phosphate regulates osteopontin gene transcription. J Dent Res [Internet]. Intern. and American Associations for Dental Research; 2009; 88(1): 39-44. doi: 10.1177/0022034508328072

14. Almalki S.G., Agrawal D..K. Key transcription factors in the differentiation of mesenchymal stem cells. Differentiation. 2016;92(1-2):41-51. doi: 10.1016/j.diff.2016.02.005./

15. Felthaus O., Gosau M., Morsczeck C. ZBTB16 Induces Osteogenic Differentiation Marker Genes in Dental Follicle Cells Independent From RUNX2 . J Periodontol. 2014;85(5):e144-51. doi: 10.1902/jop.2013.130445.

16. Zhang T., Xiong H., Kan L.X., Zhang C.K., Jiao X.F., Fu G., Zhang Q.-H., L L. u,. Tong J.-H, B.-W.Gu, M.Yu, Liu J.-X., Licht J., Waxman S., Zelent A., Chen E., Chen S.-J.Genomic sequence, structural organization, molecular evolution, and aberrant rearrangement of promyelocytic leukemia zinc finger gene. Proceedings of the National Academy of Sciences Sep 1999, 96 (20) 11422-11427; DOI: 10.1073/pnas.96.20.11422

17. Fischer S., Kohlhase J., Bohm D., Schweiger B., Hoffmann D., Heitmann M., Horsthemke B., Wieczorek D. Biallelic loss of function of the promyelocytic leukaemia zinc finger (PLZF) gene causes severe skeletal defects and genital hypoplasia. J Med Gene. 2008;45(11):731-7. doi: 10.1136/jmg.2008.059451. 3

18. Inoue I., Ikeda R., Tsukahara S. Current topics in pharmacological research on bone metabolism: Promyelotic leukemia zinc finger (PLZF) and tumor necrosis factor-a-stimulated gene 6 (TSG-6) identified by gene expression analysis play roles in the pathogenesis of ossification of the posterior longitudinal ligament. J. Pharmacol. Sci. 2006;100(3):205-10. doi: 10.1254/jphs.fmj05004x5.

19. Hemming S., Cakouros D., Vandyke K., Davis M.J., Zannettino A.C.W., Gronthos S. Identification of novel EZH2 targets regulating osteogenic differentiation in mesenchymal stem cells. Stem Cells Dev. 2016;25(12):909-21. doi: 10.1089/scd.2015.0384

20. Morsczeck C. Gene expression of runx2, Osterix, c-fos, DLX-3, DLX-5, and MSX-2 in dental follicle cells during osteogenic differentiation in vitro. Calcif Tissue Int. 2006;78(2):98-102. doi: 10.1007/s00223-005-0146-0.

21. Kato M., Patel M.S., Levasseur R., Lobov I., Chang B. H., Glass D.A. 2nd, Hartmann C, Li L, Hwang TH, Brayton CF, Lang RA, Karsenty G, Chan L. Cbfa1-independent decrease in osteoblast proliferation, osteopenia, and persistent embryonic eye vascularization in mice deficient in Lrp5, a Wnt coreceptor. J Cell Biol. 2002;157(2):303-14. doi: 10.1083/jcb.200201089.

22. Morsczeck C., Schmalz G., Reichert T.E., Vollner F., Saugspier M., Viale-Bouroncle S., Driemel O. Gene expression profiles of dental follicle cells before and after osteogenic differentiation in vitro. Clin Oral Investig. 2009;13(4):383-91. doi: 10.1007/s00784-009-0260-x.

23. Bilibina A.A., Anisimov S.V., Zaritskey A.Y., Dmitrieva R.I., Minullina I.R., Tarasova O.V. Bone marrow-and subcutaneous adipose tissue-derived mesenchymal stem cells: Differences and similarities. [Internet]. Cell Cycle. 2012;11:1. Available from: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/22189711[cited 2020 Apr 27]

24. Семенова Д.С., Костина А.С., Мустаева А.М., Клаузен П.Е., Добрынин М.А., Боярская Н.В., Домбровская Ю.А., Малашичева А.В., Енукашвили Н.И. Notch-зависимая активация остеогенного потенциала клеток периодонта. Трансляционная медицина. 2020;7(2):21-32. https://doi.org/10.18705/2311-4495-2020-7-2-21-32

25. Malashicheva A., Kanzler B., Tolkunova E., Trono D., Tomilin A. Lentivirus as a tool for lineage-specific gene manipulations. Genesis. 2007;45(7):456-9. doi: 10.1002/dvg.20313.

26. Heo J.S., Choi Y, Kim H.-S., Kim H.O. Comparison of molecular profiles of human mesenchymal stem cells derived from bone marrow, umbilical cord blood, placenta and adipose tissue. Int J Mol Med. 2016;37(1):115-25. doi: 10.3892/ijmm.2015.2413.

27. Wasim M., Carlet M., Mansha M., Greil R., Ploner C. , Trockenbacher A., Rainer J., Kofler R. PLZF/ZBTB16, a glucocorticoid response gene in acute lymphoblastic leukemia, intrferes with glucocorticoid-induced apoptosis. J Steroid Biochem Mol Biol. 2010;120(4-5):218-27. doi: 10.1016/j.jsbmb.2010.04.019.

28. Kolesnichenko M., Vogt P.K. Understanding PLZF: Two transcriptional targets, REDD1 and smooth muscle a-actin, define new questions in growth control, senescence, selfrenewal and tumor suppression. Cell Cycle. 2011; 1;10(5):771-5. doi: 10.4161/cc.10.5.14829.

29. Felicetti F., Bottero L., Felli N., Mattia G., Labbaye C., Alvino E., Peschle C., Colombo M.P, Care A. Role of PLZF in melanoma progression. Oncogene. 2004;23(26):4567-76. doi: 10.1038/sj.onc.120759/

30. Vincent-Fabert C, Platet N, Vandevelde A, Poplineau M, Koubi M, Finetti P, et al. PLZF mutation alters mouse hematopoietic stem cell function and cell cycle progression. Blood. 2016;127(15):1881-5. doi: 10.1182/blood-2015-09-666974

31. Ikeda R., Yoshida K., Tsukahara S., Sakamoto Y., Tanaka H., Furukawa K., Inoue I. The promyelotic leukemia zinc finger promotes osteoblastic differentiation of human mesenchymal stem cells as an upstream regulator of CBFA1. J Biol Chem. 2005;280(9):8523-30. doi: 10.1074/jbc.M409442200.


Для цитирования:


Семенова Д.С., Киселев А.М., Малашичева А.Б. Активация экспрессии транскрипционного фактора ZBTB16 при остеогенной дифференцировке стволовых клеток мезенхимного ряда. Комплексные проблемы сердечно-сосудистых заболеваний. 2021;10(3):44-55. https://doi.org/10.17802/2306-1278-2021-10-3-44-55

For citation:


Semenova D.S., Kiselev A.M., Malashicheva A.B. Activation of transcriptional factor ZBTB16 expression during osteogenic differentiation of mesenchymal stem cells. Complex Issues of Cardiovascular Diseases. 2021;10(3):44-55. (In Russ.) https://doi.org/10.17802/2306-1278-2021-10-3-44-55

Просмотров: 92


Creative Commons License
Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License.


ISSN 2306-1278 (Print)
ISSN 2587-9537 (Online)